Что такое репарация днк
Публикации в СМИ
Дефекты репарации ДНК
Репарация — клеточный механизм коррекции повреждённой последовательности ДНК (точечные мутации, делеции, структурные нарушения и др.).
Системы репарации
• Темновая (фотореактивация): удаляются УФ-индуцированные ковалентные связи между смежными основаниями ДНК.
• Эксцизионная: удаляет неправильно спаренные или повреждённые основания из ДНК с последующим синтезом новой последовательности по неповреждённой цепи. Состоит из 5 этапов, контролируемых множеством генов, кодирующих участвующие в репарации ферменты (эндонуклеазы, экзонуклеазы, ДНК-полимераза, ДНК-лигаза): распознавание дефекта, рассечение повреждённого участка, удаление «ошибочного» олигонуклеотида, синтез ДНК с использованием комплементарной цепи как матрицы, лигирование. Дефекты эксцизионной репарации регистрируют при пигментной ксеродерме, синдроме Коккейна, трихотиодистрофии.
• Рекомбинационная: для восстановления одной хромосомы используется материал гомолога. Дефекты рекомбинационной репарации регистрируют при синдроме Блума.
Приложение. Трихотиодистрофия — наследственное заболевание с ломкостью волос и ногтей (из-за уменьшенного содержания богатых цистеином матричных белков), ихтиозиформными изменениями кожи, физической и умственной отсталостью. Генетические аспекты: 50% пациентов имеют повышенную фоточувствительность, связанную с дефектом эксцизионной репарации ДНК (#601675, гены ERCC2/XPD и ERCC3/XPB, r ). Клиническая картина: ломкие волосы и ногти, ихтиоз, небуллёзная ихтиозиформная эритродермия, фоточувствительность, недоразвитие подкожной клетчатки, задержка физического развития, низкая масса плода при рождении, умственная отсталость, кишечная непроходимость, гипогонадизм, амастия, катаракта, микроцефалия, бронхиальная астма, контрактуры суставов, частые инфекционные заболевания. Лабораторные данные: снижение содержания богатого цистеином белка в волосах и ногтях, гипогаммаглобулинемия. Синонимы: синдром Тэя, врождённый ихтиоз с трихотиодистрофией. МКБ-10. L67.8 Другие аномалии цвета волос и волосяного стержня.
Код вставки на сайт
Дефекты репарации ДНК
Репарация — клеточный механизм коррекции повреждённой последовательности ДНК (точечные мутации, делеции, структурные нарушения и др.).
Системы репарации
• Темновая (фотореактивация): удаляются УФ-индуцированные ковалентные связи между смежными основаниями ДНК.
• Эксцизионная: удаляет неправильно спаренные или повреждённые основания из ДНК с последующим синтезом новой последовательности по неповреждённой цепи. Состоит из 5 этапов, контролируемых множеством генов, кодирующих участвующие в репарации ферменты (эндонуклеазы, экзонуклеазы, ДНК-полимераза, ДНК-лигаза): распознавание дефекта, рассечение повреждённого участка, удаление «ошибочного» олигонуклеотида, синтез ДНК с использованием комплементарной цепи как матрицы, лигирование. Дефекты эксцизионной репарации регистрируют при пигментной ксеродерме, синдроме Коккейна, трихотиодистрофии.
• Рекомбинационная: для восстановления одной хромосомы используется материал гомолога. Дефекты рекомбинационной репарации регистрируют при синдроме Блума.
Приложение. Трихотиодистрофия — наследственное заболевание с ломкостью волос и ногтей (из-за уменьшенного содержания богатых цистеином матричных белков), ихтиозиформными изменениями кожи, физической и умственной отсталостью. Генетические аспекты: 50% пациентов имеют повышенную фоточувствительность, связанную с дефектом эксцизионной репарации ДНК (#601675, гены ERCC2/XPD и ERCC3/XPB, r ). Клиническая картина: ломкие волосы и ногти, ихтиоз, небуллёзная ихтиозиформная эритродермия, фоточувствительность, недоразвитие подкожной клетчатки, задержка физического развития, низкая масса плода при рождении, умственная отсталость, кишечная непроходимость, гипогонадизм, амастия, катаракта, микроцефалия, бронхиальная астма, контрактуры суставов, частые инфекционные заболевания. Лабораторные данные: снижение содержания богатого цистеином белка в волосах и ногтях, гипогаммаглобулинемия. Синонимы: синдром Тэя, врождённый ихтиоз с трихотиодистрофией. МКБ-10. L67.8 Другие аномалии цвета волос и волосяного стержня.
Материалы конгрессов и конференций
IX РОССИЙСКИЙ ОНКОЛОГИЧЕСКИЙ КОНГРЕСС
РЕПАРАЦИЯ ДНК И ЕЕ РОЛЬ В КАНЦЕРОГЕНЕЗЕ
Н.В. Томилин
Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург
Много лет назад Джеймс Кливер и Дирк Бутсма показали, что фибробласты больных пигментной ксеродермой (ПК) имеют дефект по эксцизионной репарации (ЭР) ДНК после УФ облучения. Поскольку у большинства больных ПК образуется рак кожи, эти данные указывали, что у нормальных людей, редко болеющих раком кожи, репарация ДНК является важным фактором подавления канцерогенеза. По определению, репарация уменьшает число повреждений в ДНК, в том числе и вступающих в репликацию, тем самым, снижая вероятность образования мутаций и хромосомных перестроек, а, следовательно, инициацию рака и прогрессию опухолей. Эта простая концепция была впоследствии подтверждена на некоторых других моделях и стала весьма популярной, однако соотношения между репарацией ДНК и канцерогенезом оказались значительно более сложными, чем это представлялось ранее. Выяснилось, в частности, что до самой репарации работают сложные сигнальные каскады идентификации повреждений в геноме и выбора между репарацией и апоптозом, а также выбора адекватной системы репарации для данного типа повреждений. В последние годы значительный прогресс достигнут в понимании механизмов так называемой пострепликативной репарации или механизмов обхода повреждений ДНК во время и после репликации без их элиминации из генома, а также механизмов эпигеномных модификаций хроматина. Данный доклад будет посвящен краткому описанию известных к настоящему времени систем репарации ДНК в клетках высших эукариот и их роли в поддержании стабильности генома, обеспечивающей в нормальных клетках низкие темпы канцерогенеза.
Основной функцией ДНК, как известно, является сохранение наследственной информации путем полуконсервативной репликации. Матричный синтез, происходящий при репликации и транскрипции, следует правилам комплементарности азотистых оснований (А-Т и Г-Ц), основанным на их особой химической структуре, позволяющей ферментам этих синтезов, ДНК- и РНК-полимеразам, точно копировать последовательность нуклеотидов. Большинство этих ферментов строго различают нормальные звенья в матричных молекулах, поэтому, как правило, химические модификации нуклеотидов в ДНК приводят к блоку нормальной транскрипции и репликации, то есть являются некодирующими повреждениями. К таковым относятся внутритяжевые сшивки пиримидиновых нуклеотидов (циклобутановые димеры и 6-4 фотопродукты), образующиеся после УФ облучения, межтяжевые сшивки по пуриновым нуклеотидам, разнообразные ковалентные аддукты оснований, образуемые некоторыми химическими канцерогенами, тиминовые гликоли, апуриновые и апиримидиновые сайты и т.п. В редких случаях химические модификации нуклеотидов сохраняют способность к комплементарному спариванию во время репликации и транскрипции, однако это спаривание происходит неоднозначно. Например, окисленный гуанин, 8-оксогуанин (8-oxoG), спаривается не только с цитозином, но и с аденином, приводя к заменам в дочерних нитях ДНК при репликации. Можно отметить, что спонтанное окисление гуанина – это довольно частое событие, поскольку реакционно-способные соединения кислорода постоянно производятся митохондриями. И, наконец, к повреждениям можно отнести некоторые типы разрывов нитей ДНК, особенно при действии ионизирующих излучений, которые сопровождаются химическими модификациями оснований на концах.
Наиболее изученной системой репарации является эксцизионная репарация нуклеотидов (ЭРН), частично дефектная у большинства больных пигментной ксеродермой. При ЭРН модифицированные нуклеотиды (например, пиримидиновые димеры) удаляются из поврежденной нити благодаря действию нуклеаз XPG и ERCC1/XPF, а образующийся при этом однотяжевый пробел заполняется ДНК-полимеразами d или e с помощью PCNA и зашивается ДНК-лигазой. В ЭРН работают также геликазы XPD и XPB, входящие в состав комплекса TFIIH, и комплекс XPA/RPA, стабилизирующий расплетенный участок и, по-видимому, определяющий, в какой нити будут сделаны разрезы. Узнавание димеров в неактивной ДНК (так называемая глобальная репарация) обеспечивают комплексы XPC/HR23B и DDB2/DDB1, экспрессия которых контролируется хорошо известным опухолевым супрессором и транскрипционным фактором р53. Транскрипция гена DDB2 является индуцибельной, однако ген XPC экспрессируется постоянно.
При ЭРН повреждения ДНК могут распознаваться и без участия комплексов XPC/HR23B и DDB2/DDB1 при так называемой транскрипционной репарации, когда транскрипционный комплекс, содержащий РНК полимеразу II, блокируется на некодирующем повреждении, а репарация запускается белками CSA и CSB, дефектными при синдроме Кокейна. В отличие от больных с пигментной ксеродермой, у больных с синдромом Кокейна (рано стареющие кахектичные карлики) не наблюдается повышения частоты рака кожи, хотя фибробласты УФ-чувствительны. В одной из гипотез предполагается, что в клетках больных с синдромом Кокейна блок транскрипции быстро индуцирует апоптоз, поэтому раковые клоны образоваться не успевают.
Очень важной для клетки (и для канцерогенеза) является ее способность воссоединять случайные двойные разрывы (ДР) ДНК, что осуществляется двумя различными репарационными механизмами – негомогическим воссоединением концов (НГВК) ДНК и путем гомологической рекомбинации (ГР) при наличии по соседству второй копии неповрежденного идентичного по нуклеотидной последовательности сегмента ДНК, например сестринской хроматиды. Поскольку в диплоидных ядрах гомологичные хромосомы пространственно разделены (хромосомные территории), репарация путем ГР преимущественно происходит в S- и G2 фазах клеточного цикла, а НГВК осуществляется во время любой фазы цикла. В геномах высших эукариот имеется много повторов, по которым, в принципе, возможна репарация путем ГР, однако такая репарация ДР приводит к хромосомным транслокациям, и она практически полностью подавлена. Главным механизмом подавления потенциально кластогенной ГР между повторами и вообще неправильных (эктопических) воссоединений концов ДНК при репарации ДР является, по-видимому, локальная специфическая модификация хроматина по гистону Н2АХ – фосфорилирование лизина-139 (или образование γ-H2AX). Эта модификация, происходящая в мегабазных доменах хроматина рядом с ДР, способствует удержанию долгоживущих концов ДНК благодаря привлечению в эти домены специального белка когезинa (SMC1), а также белка hRad50, который может одномоментно связываться с двумя концами ДНК.
В клетках человека репарация путем НГВК непосредственно осуществляется продуктами генов DNA-PK, Ku70/80, XRCC4, LIG4, Artemis, hRAD50, hMRE11 и NBS1, а репарация путем ГР происходит с помощью белков RAD51 (paralogs XRCC2, XRCC3), RAD52, RAD54, BRCA1, BRCA2 (FANCD1), FANCD2, а также комплексов XPF/ERCC1 и hRAD50/hMRE11/NBS1. Узнавание случайных ДР осуществляется либо самим комплексом hRAD50/hMRE11/NBS1, который быстро связывается с концами ДНК, либо протеинкиназой АТМ (дефективной при наследственном синдроме атаксия-телеангиэктазия), которая выявляет какие-то не идентифицированные локальные изменения хроматина, вызванные ДР, и при этом активируется. АТМ-киназа быстро фосфорилирует гистон Н2АХ, белки NBS1, FANCD2 и Artemis, а также киназу Chk2 (RAD53), останавливающую клеточный цикл. Фосфорилирование белка Artemis необходимо для репарации примерно 10% случайных ДР. Образование γ-H2AX возможно и за счет активности других киназ (ATR и DNA-PK), но киназа ATR включается только при блоке репликации ДНК, когда в вилках репликации образуются достаточно протяженные однотяжевые бреши, связывающие белок RPA. Заметим, что репарация путем НГВК является неточной, и при ней всегда образуются микроделеции, тогда как ГР точно восстанавливает исходную последовательность нуклеотидов.
Важной для канцерогенеза является пострепликативная репарация (ПРР) или обход повреждений (lesion bypass or DNA damage tolerance) во время или после репликации. Этот путь был открыт у бактерий почти 40 лет назад, когда было показано, что напротив не вырезанных пиримидиновых димеров во время репликации образуются однотяжевые пробелы в дочерних нитях, которые затем устраняются гомологической рекомбинацией между сестринскими дуплексами ДНК, контролируемой белком RecA. ПРР рассматривается как главный источник индуцируемых мутаций.
Главным событием при TLS является замена блокированной репликативной ДНК полимеразы (ДПδ или ДПε) на другую ДНК полимеразу, способную вставлять нормальные нуклеотиды напротив поврежденных звеньев. В клетках человека такой TLS-полимеразой является продукт гена, дефектного при вариантной пигментной ксеродерме, ДНК полимераза η (ДПη) (у дрожжей ген RAD30), которая связывается с репликативным белком PCNA (POL30), причем связывание усиливается при моно-убихитинилировании PCNA также по лизину-164. Эта модификация зависит от белка RAD18 и происходит при торможении репликации, однако остается неясным, каким образом при этом активируется RAD18. По нашим данным, при торможении репликации hRAD18, как и ДПη, накапливается в заблокированных вилках (фокусах репликации) и при этом перестает экстрагироваться из ядра буфером, содержащим Тритон-Х100. Эти изменения подавляются ингибиторами протеинкиназ стауроспорином и вортманнином, то есть могут быть связаны с фосфорилированием либо самого RAD18, либо какого-то взаимодействующего с ним белка. Есть основания предполагать, что это фосфорилирование осуществляется каскадом ATR/Chk1 в ответ на накопление однотяжевой ДНК в вилках репликации.
В дрожжах параллельно с моно-убихитинилированием PCNA происходит его поли-убихитинилирование по тому же лизину-164, зависисимое от продуктов генов RAD5, MMS2 и UBC13, которое направляет репарацию по второму механизму (смена матрицы, TMS). В клетках человека ПРР по механизму смены матрицы зависит от гомолога дрожжевого гена MMS2, однако поли-убихитинилирования PCNA пока не обнаружено. Необходимо отметить, что ПРР путем смены матрицы (TMS) является точной, а при смене полимеразы (TLS) специальные ДНК-полимеразы могут делать ошибки. Эти ошибки и являются, по-видимому, основным источником индуцированных точковых мутаций в геноме человека. Необходимо, однако, иметь ввиду, что только 5% генома кодирует белки и требует точного воспроизведения во время репликации, поэтому мутации в 95% генома (в некодирующей ДНК), особенно в дифференцированных соматических клетках, редко приводят к заметным фенотипическим эффектам. Что касается половых и стволовых клеток, то в них повреждения ДНК должны легче индуцировать апоптоз, а не репарацию.
Что такое репарация днк
Основные положения:
• Под влиянием факторов внешней среды или в результате ошибок в работе различных систем клетки в генетическом материале постоянно возникают повреждения
• Для сохранения жизнеспособности во всех клетках должны быть системы репарации, снижающие количество повреждений в ДНК
Наряду с безошибочным воспроизведением генетической информации важную роль играет поддержание ее информационной целостности. Фактически в геноме человека присутствует больше генов, ответственных за репарацию повреждений ДНК, чем кодирующих ферменты репликации.
Ошибки в последовательностях ДНК могут возникать по двум причинам. Во-первых, при репликации, во вновь образующуюся цепь ДНК может включиться неправильное основание. Для предотвращения таких ошибок в системе репликации существует корректорский механизм, который снижает число ошибочно включенных нуклеотидных остатков до минимума.
Во-вторых, при воздействии таких факторов внешней среды, как ионизирующие излучения и химические агенты, нарушающие структуру нуклеотидов, в ДНК могут возникнуть повреждения. В клетке существует много репаративных систем, которые устраняют повреждения в последовательностях ДНК, восстанавливая их правильную структуру.
Рисунок иллюстрирует действие репаративной системы, которая узнает повреждения в ДНК, удаляет их, и восстанавливает исходную структуру.
Несмотря на функционирование систем репарации, в генетическом материале возникают мутации, однако они не нарушают жизнедеятельность клетки. В действительности, определенная частота мутаций необходима для обеспечения вариабельности организмов в процессе эволюции.
Ни одна клетка не может существовать в отсутствие систем репарации. Если, например, у Е. coli прекратить действие всех систем репарации, то однократное облучение бактерий УФ может оказаться летальным. В то же время бактерии с функционирующими системами репарации выносят огромное количество повреждений.
Система репарации узнает повреждение в ДНК,
удаляет поврежденный участок и заполняет образующуюся брешь.
Редактор: Искандер Милевски. Дата обновления публикации: 18.3.2021
Что такое репарация днк
Молекула ДНК является носителем генетической информации в клетке каждого живого существа, ее целостность и стабильность имеют важное значение для жизни. При этом ДНК постоянно атакуется эндогенными метаболитами, лекарственными препаратами, электромагнитными излучениями и множеством других мутагенов окружающей среды, которые влияют на целостность этой молекулы. Например, ультрафиолетовые лучи вызывают образование пиримидиновых димеров, 4,6-фотопродуктов, аддуктов, разрывов ДНК [6]. Под действием химических агентов происходят разного рода модификации нуклеотидов, возникают межнитевые сшивки, конформационные дефекты. К тому же известно, что структура молекулы ДНК может изменяться в процессе репликации: ДНК-полимераза, синтезируя новую цепь, делает ошибки, вставляя некомплементарные нуклеотиды. Скорость, с которой ДНК-полимераза добавляет неправильные нуклеотиды в процессе репликации ДНК, является важным фактором, определяющим частоту возникновения спонтанных мутаций в организме. Вставка ошибочного нуклеотида обычно распознается сразу, в процессе репликации, и исправляется самими полимеразами, но некоторые мутации все-таки «ускользают» от правки и сохраняются на дочерней нити. Кроме того, обычным повреждением является спонтанное отщепление оснований, достигающее 10 тыс. событий на геном человека в сутки [79].
Поскольку молекулы ДНК являются для клетки уникальными и невосполнимыми, в процессе эволюции сформировалась сложная система восстановления структуры ДНК, включающая несколько механизмов репарации и сотни белков, обеспечивающих процесс восстановления нормальной структуры ДНК. В реализации некоторых механизмов репарации достаточно участия только одного фермента, но большинство механизмов обеспечиваются несколькими ферментами, и это определяет сложность, многоэтапность процесса восстановления нативной структуры ДНК. К таким сложным многоэтапным процессам относится эксцизионная репарация ДНК (от excision (англ.) – удаление, вырезание). Выделяют три типа эксцизионной репарации, свои названия они получили от типа исправляемого повреждения.
1. Эксцизионная репарация оснований (base excision repair, BER).
2. Эксцизионная репарация неспаренных оснований (mismatch repair, MMR).
3. Эксцизионная репарация нуклеотидов (nucleotide excision repair, NER).
Все эти виды эксцизионной репарации имеют общие этапы: распознавание повреждения; надрезание нити ДНК (сахарофосфатного остова); эксцизия (удаление) участка, содержащего повреждение; репаративный синтез на неповрежденной матрице и лигирование. При этом, несмотря на лежащий в их основе общий процесс вырезания участка ДНК с повреждением, они принципиально различаются между собой.
Эксцизионная репарация оснований
Основные повреждения ДНК, удаляемые при BER – неправильно спаренные, окисленные, алкилированные и т.п. основания [11]. Такие повреждения не приводят к нарушению репликации, но являются источником мутаций.
Инициирующими BER белками являются гликозилазы, которые распознают и удаляют поврежденные или неправильные основания, гидролизуя N-гликозидную связь между сахарофосфатным остовом и поврежденным основанием [60, 96]. На сегодняшний день в клетках млекопитающих идентифицировано не менее 11 различных гликозилаз, которые отличаются по субстратной специфичности и репарируемым повреждениям [108]. Обычно определенные гликозилазы репарируют определенные повреждения [11, 43]. Среди гликозилаз млекопитающих можно выделить четыре структурно различных группы: урацил-ДНК-гликозилазы, спираль-шпилька-спираль-гликозилазы, 3-метилпурингликозилазы и эндонуклеаза-VIII-подобные гликозилазы. Несмотря на их структурное разнообразие, все ДНК-гликозилазы используют механизм «отгибания оснований» (base-flipping), при котором основание-мишень перед отщеплением отгибается в сторону от спирали ДНК. Выделяют гликозилазы I и II типа [24]. I тип гликозилаз только удаляет модифицированные основания и оставляет в молекуле ДНК апуриновый/апиримидиновый сайт (АП-сайт). II тип гликозилаз сперва удаляет измененное основание, а затем расщепляет нить как 3′-эндонуклеаза и формирует однонитиевый разрыв. После гликозилазы I типа разрез фосфофдиэфирной связи совершает АП-эндонуклеаза. Это специальная АП-эндонуклеаза APE1 (син.: APEX, Ref-1, HAP-1) [23, 56, 82, 115]. АРЕ1 (AP endonuclease-1) активируется при взаимодействии с белком XRCC1 (X-ray-induced damage repair cross comlementating) и действует с ним в комплексе [113].
Независимо от механизма разрыва фосфодиэфирной связи, в качестве промежуточной стадии образуется разрыв нити ДНК в котором 3′ и 5′-концы модифицированы и блокируют последующую работу репарационных ферментов. Чтобы процесс репарации мог завершиться, эти блокирующие концы должны быть преобразованы в обычные 3′-ОН и 5′-фосфатные концы. Это необходимо для реакции с ДНК-полимеразой и далее с ДНК-лигазой. Удаление этих изменённых концов производится разными ферментами, в зависимости от того, произошёл ли разрез с 3′ или 5′-стороны от АП-сайта. Например, APE1 помимо своей основной АП-эндонуклеазной активности обладает также 3′-фосфодиэстеразной активностью, позволяющей ей восстанавливать 3′-ОН конец из 3′-фосфо-α, β-ненасыщенного альдегида. 3′-фосфатный конец, образующийся в результате действия некоторых двухфункциональных ДНК-гликозилаз, преобразуется в 3′-ОН конец посредством 3′-фосфатазной активности PNKP (3′-фосфатазной полинуклеотидкиназы) [1]. АП-сайты и однонитевые разрывы ДНК должны быть обработаны как можно скорее, поскольку они высокотоксичны и мутагенны [79].
На следующем этапе BER происходит заполнение разрыва посредством синтеза ДНК. Синтез происходит по двум путям, короткозаплаточному (short-patch) и длиннозаплаточному (long-patch), в зависимости от того, вставляется в ДНК один нуклеотид или несколько. Короткозаплаточная BER составляет 80-90 % всей BER.
При short-patch BER ДНК-полимераза β (Pol β) вытесняет 5′-дезоксирибоза-5-фосфат и в цепи образуется брешь, напротив которой в противоположной нити ДНК расположен неповрежденный нуклеотид. Затем, эта же Pol β вставляет комплементарный нуклеотид, присоединяя его к свободному 3’ ОН-концу [17, 70, 100].
Также Pol β участвует в long-patch BER, но вставляет только первый нуклеотид в поврежденный АП-сайт, начиная от 3’-ОН конца [18,91]. Затем Pol β диссоциирует с поврежденной цепи ДНК и дальнейший синтез осуществляется PCNA-зависимыми полимеразами Pol δ или Pol ε путем репарации длинными фрагментами [26, 71]. PCNA (proliferating cell nuclear antigen) способствует фиксации этих полимераз на цепи ДНК и удерживает их, пока идет синтез фрагмента длиной 2-12 нуклеотида [62]. Одновременно с присоединением нового нуклеотида эти полимеразы вытесняют нуклеотид с поврежденным 5′-концом и последующие нуклеотиды, которые образуют отделенный от матричной цепи «болтающийся» олигонуклеотид – flap structure.
В результате, разрыв в репарируемой цепи ДНК смещается в сторону от первоначального участка повреждения, а небольшой «лишний» отрезок цепи нуклеотидов удаляется с помощью эндонуклеазы FEN1 (Flap endonuclease-1, флэп-эндонуклеазa-1), также зависящей от PCNA [50,69]. FEN1 присоединяется к 5′-концу свисающего участка, перемещается к месту разветвления на этой цепи ДНК и гидролизует связь [62]. Помимо репарации этот фермент принимает активное участие в репликации ДНК: при удалении праймера фрагментов Оказаки также образуются свисающие (flap) концы [114].
Лигирование фосфодиэфирной связи осуществляется ДНК-лигазами I и III. Лигаза I взаимодействует PCNA и Pol β, но участвует в основном в длиннозаплаточной BER [92,101]. ДНК-лигаза III взаимодействует с XRCC1, Pol β и PARP-1 и включается только в короткозаплаточной BER [52,109]. Также важную роль в регуляции BER играет белок p53. In vitro этот белок стимулирует BER, непосредственно взаимодействуя с APE and Pol β, стабилизируя Pol β и связывая ее с АП-сайтом [16].
Репарация неспаренных оснований
Этот вид репарации исправляет ошибки, возникшие в процессе удвоения ДНК. В ходе репликации с частотой от 1:10000 до 1:100000 полимеразы вставляют некомплементарные нуклеотиды. Такие, ошибочно вставленные, основания называются мисмэтчи (mismatches). После неверно вставленного нуклеотида полимеразы в большинстве случаев не способны продолжить работу из-за того, что в этом месте в двойной спирали образуется пузырь или впячивание, наличие которых не позволят полимеразе добавить следующий нуклеотид к растущему 3’-ОН-концу. Остановка в работе полимеразы дает возможность экзонуклеазам, сопровождающим все репликативные полимеразы, удалить неспаренный нуклеотид с 3’-конца вновь синтезируемой цепи. Этот процесс очень эффективен и увеличивает точность репликации на два порядка. Таким образом, белкам MMR приходится иметь дело только с теми ошибками репликации, которым удалось избежать этого корректирующего механизма [46]. Чаще ошибочно вставляются те нуклеотиды, которые производят минимум искажений спиральной структуры [3].
Мисмэтчи представляют собой уникальный тип повреждений, так как целиком состоят из неповреждённых оснований и являются исключительно дефектами структуры. Также мишенью MMR являются петли на одной из нитей ДНК, образовавшиеся вследствие делеции или вставки нуклеотидов (петли делеции/вставки, ПДВ). Специфика таких повреждений состоит в том, что после следующего процесса репликации и разделения нитей ДНК ПДВ расправляются и по ним синтезируется новая дочерняя нить, которая будет длиннее или короче нативной. Если до следующей репликации эти изменения не будут исправлены, у половины потомства клетки окажется ДНК с мутациями [44, 46].
Механизмы различения дочерней цепи, содержащей ошибки, и материнской – эталонной цепи, находятся в процессе исследования. Было выяснено, что для активации экзонуклеаз необходимо наличие на репарируемой нити уже имеющегося разрыва. Предполагают, что у эукариот маркерами, отличающими материнскую нить от дочерней, являются нелигированные разрывы фрагментов Оказаки. Работы T. Kunkel показали, что при пострепликативной MMR эксцизия инициируется у 3’-конца дочерней ДНК и, возможно, у 5’-концов фрагментов Оказаки [53].
Основным белком-инициатором MMR является MSH2, который обнаруживает ошибку в структуре нити ДНК и, в зависимости от типа повреждения образует гетеродимер либо с MSH6 либо с MSH3: для коррекции мисмэтча требуется MSH6, а для исправления ПДВ необходимо участие и MSH6 и MSH3 [35].
После ассоциации MSH2 со вторым белком образуются комплексы-MutSα или MutSβ, которые формируются на нити ДНК в месте локализации ошибки. Ферменты семейства Mut получили это название, потому что ещё до выясненя их функций было замечено, что мутации в кодирующих их генах приводят к резкому повышению частоты возникновения новых мутаций.
MutSα состоит из белков MSH2 и MSH6 [22, 54]. MutSα содержит 80-90 % всего клеточного MSH2 и преимущественно опознает несоответствие оснований и ПДВ, в которых петля содержит 1 или 2 непарных нуклеотида. Также ограниченно способен распознавать ПДВ большей протяженности [19, 28, 86].
MutSβ включает в себя белки MSH2 и MSH3 [2, 86]. MutSβ распознает ПДВ протяженностью от 2-х до 10 нуклеотидов, слабо распознает однонуклеотидные ПДВ, и практически инертен к ошибочно спаренным основаниям [28, 85].
Белки MSH2 и MHS6 содержат АТФ/АДФ-связывающие сайты [33].
Возможность использовать несколько различных белков группы MSH в разных комбинациях придаёт системе MMR у эукариот значительную гибкость, так как эти белки несколько различаются по свойствам. Субъединица MSH6 содержит высококонсервативный аминоконцевой мотив Gly-Phe-Glu, который можно найти уже в белках MMR прокариот. Этот участок вводится в двойную спираль ДНК и взаимодействует с одним из неправильно спаренных оснований, что приводит к изгибу ДНК на 60 °. Взаимодействие стабилизируется образованием водородных связей между глутаматом и атомами N3 и N7 неспаренного основания [77]. ПДВ размером в 1-2 основания распознаются с помощью содержащегося в той же субъединице фенилаланина. В комплексе MutSβ непосредственно связывается с повреждениями субъединица MSH3. Она использует для связи с ПДВ разного размера остатки лизина и тирозина и изгибает ДНК на 90 °. Эта субъединица также способна связывать небольшие мисмэтчи и участвует в исправлении аддуктов, двунитевых разрывов и повторяющихся триплетов [38, 106]. Интересно, что субъединица MSH2, которая не участвует в связывании мисмэтчей, когда она находится в составе MutSα, в составе MutSβ способна связывать крупные ПДВ.
Аминокислоты, опознающие повреждения ДНК, находятся на N-концах соответствующих белков MSH, тогда как их карбоксильные концы образуют АТФ-связывающие домены [93]. Ещё ранние эксперименты показали, что MSH, будучи связанным с мисмэтчем, претерпевает под воздействием АТФ изменение конформации.
После связывания с мисмэтчем MutSα ассоциируется с другим гетеродимерным комплексом MutLα, состоящим из белков MLH1 и PMS2 [57,78].
Комплекс MutLα объединяет и координирует взаимодействие между белками, распознающими несоответствия, и другими белками MMR.
В ходе исследований выяснилось, что субъединица PMS2 комплекса MutLα обладает скрытой эндонуклеазной активностью, которая, будучи активированной, приводит к образованию дополнительных разрывов в нити ДНК, уже содержащей хотя бы один инициирующий разрыв [47].
После связывания гетеромера MutSα с мисмэтчем происходит обмен АДФ на АТФ и MutSα превращается в «скользящий зажим», а после присоединения к нему гетеромера MutLα весь комплекс начинает скользить (перемещаться) вдоль оси ДНК пока не встречает еще один комплекс белков – PCNA (proliferating cell nuclear antigen). PCNA является кольцеобразным гомотримером, имеющим две чётко различимых поверхности. На ДНК он загружается с помощью специального загрузчика RFC (replication factor C) с 3’-стороны от ближайшего разрыва и всегда одной и той же поверхностью к 3’-концу. На 3’-субстрате это приводит к активации скрытой эндонуклеазной активности MutLα и образованию дополнительных разрывов по обе стороны от мисмэтча [89].
Для активации эндонуклеазной активности MutLα необходимо присоединение PCNA. Будучи загруженным, кольцо может свободно вращаться вокруг продольной оси ДНК, но неспособно развернуться. Из этого вытекает, что когда PCNA связывает своих партнеров с ДНК, вновь образовавшиеся комплексы имеют фиксированную ориентацию, которая сохраняется даже после перемещения комплекса на значительное расстояние от места первоначальной сборки. После связывания с PCNA ориентация MutLα фиксирована. Поскольку MutLα имеет всего один сайт с эндонуклеазной активностью, он будет разрезать только одну нить ДНК, причём направление разрезания будет зависеть от того, на какой из сторон PCNA он окажется расположен. Остается невыясненным, почему новые разрывы производятся преимущественно в окрестностях дефекта. Вероятным объяснением является то, что производящая разрезы эндонуклеаза является частью не просто комплекса MutLα с PCNA, но комплексом PCNA с уже объединёнными MutLα и MutSα, а так как их объединение активируется дефектом, то и количество комплексов вблизи дефекта будет максимальным [90].
На этапе удаления мисмэтча или ПДВ подключается экзонуклеаза I (Exo1), которая является 5’> 3’-экзонуклеазой [29, 32]. Exo1 загружается на разрывы активированным комплексом MutSα/MutLα и создаёт пробел в нити ДНК, начинающийся с разрыва и заканчивающийся примерно в 150 нуклеотидах после дефекта [74].
Восстановление ПДВ длиннее двух-трёх нуклеотидов, как предполагалось, имеет механику, идентичную описанной, но с использованием MutSα вместо MutSα.. Впрочем, недавние исследования ставят это под сомнение. В исследовании R.R. Iyer с сотрудниками показано, что MLH1 и PCNA, по-видимому, связываются с MSH3 в одном и том же участке (или на частично перекрывающихся участках) [40]. Таким образом MutSα не может взаимодействовать с MutLα и PCNA одновременно. Кроме того, кольцо PCNA не могло бы мигрировать на 5’-сторону от крупной петли и обеспечить там работу Exo1.
Незначительное участие в репарцях, определяемых MutSα, может принимать и комплекс MutLα (MLH1 и MLH3) [10].
Восстановление структуры дочерней нити ДНК выполняет ДНК-полимераза α (pol α). Для надежной фиксации Pol α на цепи также необходимы комплексы PCNA и RFC [65]. Завершается процесс MMR соединением концов сахарофосфатного остова репарированной дочерней нити и образованием фосфодиэфирной связи. Этот процесс осуществляет ДНК-лигаза I [45, 58, 74].
Эксцизионная репарация нуклеотидов
Эксцизионная репарация нуклеотидов является универсальным механизмом репарации ДНК. NER одним и тем же набором ферментов может распознавать самые разнообразные повреждения, искажающие спираль ДНК. При этом повреждения не обладают сходной химической структурой, но их объединяет то, что все они дестабилизируют двойную спираль ДНК и являются массивными [39].
Белки, реализующие NER, вначале распознают повреждение, затем раскручивают молекулу ДНК, удаляют олигонуклеотид, содержащий поврежденный нуклеотид, восстанавливают последовательность нуклеотидов на поврежденной нити и сшивают молекулу. Низкая специфичность этого вида репарации определяется тем, что удаляется не только модифицированный нуклеотид, но цепочка нуклеотидов, в ряду которых находится и поврежденный [12, 111].
На этапе распознавания повреждения различают два варианта эсцизионной репарации нуклеотидов: NER, реализуемая по всему геному, и NER, связанная с транскрипцией [30,36].
NER по всему геному – GG-NER (global genome nucleotide excision repair). При этом виде NER поиск и удаление объемных повреждений осуществляется во всем геноме, включая нетранскрибируемые участки и молчащий хроматин. GG-NER инициируется комплексом XPC/HR23B/CEN2 (XP complementation group C, Rad23 homolog B, Centrin-2, – белок XP с комплементационной группой C; гомолог B белка Rad 23; центрин-2).
В этом комплексе HR23B и CEN2 являются вспомогательными белками, которые увеличивают сродство и прочность связывания XPC с поврежденной спиралью ДНК. Оба этих белка присутствуют в клетке в парциальном изобилии и их истощение делает клетку чувствительной к УФ [80]. Помимо этих белков, ДНК-связывающая способность XPC в целом коррелирует со степенью искажения спирали ДНК [97]. Белок HR23B, кроме структурной, имеет также и более специфическую функцию, стимулируя процесс опознания повреждений. После опознания повреждения HR23B диссоциирует от XPC [6,73].
Комплекс XPC/HR23B постоянно движется вдоль молекулы ДНК, распознает повреждения и служит матрицей, на которой осуществляется сборка ключевых факторов, реализующих удаление повреждения и репарацию этого участка. При этом элемент XPC распознаёт термодинамически неустойчивый участок молекулы [105].
XPC имеет два основных функциональных домена [72]. ДНК-связывающий домен, неспецифичный как к последовательности связываемой ДНК, так и к типу повреждения, состоит, в свою очередь, из трансглутамаза-гомологичного домена и β-шпилька-домена (BHD1), заякоривающего белок на ДНК. Двойной β-шпилька-домен (BHD2/3) связывает неповреждённую нить ДНК, не вступая с повреждением в прямой контакт и вместо этого охватывая два нуклеотида, расположенные напротив повреждения. Этот «карман связывания» специфичен для неповреждённой ДНК и не мог бы вместить массивные аддукты. Таким образом, XPC прикрепляется только к неповреждённой нити ДНК. Такой характер связывания делает возможным для XPC связывать большое разнообразие структурно различных массивных повреждений [63].
NER, связанная с транскрипцией – TC-NER (transcription-coupled nucleotide excision repair). В этом случае поиск и удаление объемных повреждений осуществляется в транскрибируемых участках. Инициируется TC-NER остановкой РНК-полимеразы II перед повреждённым участком ДНК [25]. Затем белки CSA и CSB вытесняют РНК-полимеразу, освобождая место повреждения для белков NER [36]. Комплекс белков TFIIH способствует переключению с РНК-полимеразного комплекса (с РНК-полимеразой II) на комплекс NER. При этом транскрипционный аппарат не разрушается. После завершения репарации к цепи ДНК вновь присоединяются CSA и CSB и транскрипция РНК-полимеразным комплексом продолжается [110]. TC-NER активируют не только объемные повреждения, но и повреждения, которые обычно репарируются в процессе BER [16].
Независимо от способа распознавания повреждения и инициации репарации, процесс восстановления нативной структуры ДНК реализуется по одному механизму [30, 36]. К месту повреждения подходят 10 белков и объединяются в мультифункциональный транскрипционный фактор TFIIH (multi-functional transcription factor ). TFIIH состоит из 10 субъединиц. В образовавшемся комплексе можно выделить центральную часть (состоящую из XPB, p52, p8, p62, p34, p44) и циклинактивируемый комплекс (CAK, состоит из CDK7, циклина H и MAT1), а также соединяющий их белок XPD [15.] CAK от TFIIH диссоциирует и непосредственно в NER не участвует [4, 14].
Затем, две ассоциированные с TFIIH АТФ-зависимые геликазы XPB и XPD раскручивают спираль ДНК и образуют «пузырь» длиной примерно в 30 нуклеотидов по обеим сторонам от повреждения [25, 36, 107].
В исследованиях на археях, имеющих свой аналог XPB, было установлено, что этот белок обеспечивает прикрепление комплекса TFIIH к ДНК, а также обладает важной для процесса NER АТФазной активностью. В процессе прикрепления к ДНК белок претерпевает значительные структурные изменения [21]. Как XPB, так и XPD являются каталитическими ферментами, служащими движущей силой всего TFIIH в NER.
Роль остальных субъединиц также постепенно начинает проясняться. Показано, что p52 стимулирует активность XPB, а p44 тесно взаимодействует с XPD и также стимулирует его деятельность [13]. Неожиданно важной оказалась роль p8, самой маленькой из субъединиц. В её отсутствие нарушается разделение двойной спирали ДНК и присоединение XPA [14].
Присоединением XPD завершается сборка первичного комплекса NER. Далее к участку повреждения независимо друг от друга присоединяются XPA, RPA и XPG, а XPC-HR23B на этом этапе от комплекса отделяется. Центральным элементом комплекса теперь служит XPA [31]. Этот белок взаимодействует практически со всеми остальными и его вероятная роль заключается в том, чтобы все части комплекса NER находились на своих местах к тому моменту, как будет произведён надрез.
Особенно тесно XPA сотрудничает с белком RPA, связывающим однонитевую ДНК и состоящим из трех субъединиц (RPA70, RPA32 и RPA14). Считается, что XPA и RPA совместно связываются с ДНК [94]. Оптимальный участок связывания ДНК для RPA состоит примерно из 30 нуклеотидов, то есть как раз такой, какой подвергается вырезанию при NER. Полагают, что RPA прикрепляется к неповреждённой нити ДНК, и тем самым помогает двум эндонуклеазам ERCC1-XPF и XPG разместиться на их субстрате – повреждённой нити ДНК. RPA играет важную роль в координации событий эксцизии и репаративного синтеза [84].
XPG играет в NER структурную и ферментативную функцию. Структурно-специфичная эндонуклеаза XPG присоединяется к TFIIH и, по-видимому, остаётся с ним связанной, по крайней мере, при исполнении некоторых из своих функций [40]. После завершения сборки комплекса XPG производит разрез ДНК с 3’-конца, после чего разрезает 5’-конец. С другой стороны, недавнее исследование предполагает, что первой разрез совершает как раз ERCC1-XPF, для чего ему требуется присутствие, но не активность XPG [20]. Это подтверждается сведениями о том, что репарационный синтез может начаться и пройти до половины длины заполняемого разрыва ещё до инцизии ДНК ферментом XPG [102].
Инцизия рестриктазой XPF оставляет свободную 3’-гидроксильную группу, от которой репликационный механизм может сразу начать репарационный синтез. Напротив, разрезание XPG оставляет после себя 5’-фосфат, который не может служить началом для синтеза и необходим только на этапе лигирования [34].
Комплекс из TFIIH, XPA, RPA и XPG относительно устойчив и эксцизия запускается только после присоединения ERCC1-XPF, которая рекрутируется белком XPA [83].
После вырезания повреждённого олигонулеотида, он остаётся связанным с TFIIH. Затем TFIIH присоединяет АТФ, а от олигонуклеотида освобождается. Освободившийся олигонуклеотид связывается с RPA и впоследствии подвергается разложению [49].
На основании исследований in vitro считалось, что заполнение разрыва происходит с участием обычных факторов репликации: ДНК-полимераз δ и ε, скользящего «зажима» PCNA, пентамера RFC, который устанавливает «зажим» и RPA [4, 98]. Недавние исследования показали, что этот процесс на самом деле более сложен. Первой неожиданностью оказалось участие подверженной частым ошибкам ДНК-полимеразы κ. Предполагается, что она работает совместно с ДНК-полимеразой δ. Совместно эти две полимеразы осуществляют приблизительно 50 % NER. Остальные 50 %, вероятно, производит ДНК-полимераза ε. Для того, чтобы принимать участие в NER, каждая из трёх ДНК-полимераз требует своих факторов-партнеров. Для активации полимеразы δ необходимы RFC и PCNA. Для полимеразы κ – PCNA и XRCC1 (белок, участвующий в BER). Для полимеразы ε – модифицированная форма RFC, содержащая Ctf18. Отличаются ли чем-либо функционально пути репарации с использованием различных ДНК-полимераз, пока неизвестно [81].
Механизм последней стадии процесса NER – лигирования разрыва, оставшегося после репарационного синтеза – зависит от пролиферационного статуса клетки. Первоначально считалось, что оно осуществляется только с помощью ДНК-лигазы I, но, как выяснилось, активное участие принимают также ДНК-лигаза IIIα и XRCC1. В клетках, находящихся в состоянии покоя, ДНК-лигаза IIIα и ДНК-полимераза δ для NER абсолютно необходимы, а в реплицирующих клетках они также используются, тогда как ДНК-полимераза ε и ДНК-лигаза I используются исключительно в реплицирующих клетках [75].
Как и при всех операциях, совершаемых над ДНК, при NER необходима поддержка белков, модифицирующих хроматин, для получения доступа к нужным участкам ДНК. В общем случае при этом требуется участие двух компонентов: модификатора хвостовых частей гистонов, чтобы уменьшить сродство гистонов к ДНК, и АТФ-зависимых ферментов, переформирующих хромосомы, чтобы иметь возможность перемещать гистоны вдоль ДНК [99]. Исследования показали, что, как и следовало ожидать, NER замедляется при полностью сформированных нуклеосомах, и может неспецифически усиливаться в присутствии перестраивающих хроматин ферментов класса SNF2/SFI2 [37].
В общих чертах механизм NER был известен уже к началу нашего века, однако исследования последнего десятилетия смогли значительно детализировать понимание разных стадий процесса, в особенности, касающихся сборки репаративного комплекса, опознания повреждений и роли NER в функционировании клетки в целом.
Лауреаты Нобелевской премии по химии 2015 года
Шведская Королевская Академия Наук присудила Нобелевскую премию 2015 г. по химии Томасу Линдалю (Tomas Lindahl) из Лаборатории Клэр-Холл Института Френсиса Крика в Хертфордшире (Великобритания), Полу Модричу (Paul Modrich) из Медицинского Института Ховарда Хьюса и Медицинской Школы при Университете Дьюка (США), а также Азиз Санкар (Aziz Sancar) из Университета Северной Каролины в Чапел-Хилл (США) «за исследование механизма восстановления ДНК» [76].
Томас Линдаль. Вехой, отмечающей открытие BER, является выделение урацил-ДНК-гликозилазы Escherichia coli в 1974 г. Томасом Линдалем. Было ясно, что случайно попадающий в ДНК урацил (или образующийся в результате дезаминирования цитозина) должен как-то из неё элиминироваться. Линдаль искал ответственный за это фермент. Неожиданно для исследователей, это оказалась не эндонуклеаза, а фермент, расчленяющий связь между урацилом и рибозой – урацил-ДНК-гликозилаза. Линдаль предположил, что образующийся в результате участок, лишенный пуринового либо пиримидинового основания (AP-сайт) в дальнейшем должен проходить последовательную обработку AP-эндонуклеазой, экзонуклеазой, ДНК-полимеразой и лигазой. Таким образом, уже в самой первой статье были обрисованы основные этапы BER [59]. Первоначально Линдаль изучал нестабильность человеческой ДНК. Ему удалось охарактеризовать и количественно оценить эндогенные повреждения ДНК в работах 1970-80 гг. Исследуя открытый им процесс BER, он выделил несколько ключевых для этого процесса ферментов и описал короткозаплаточный и длиннозаплаточный механизмы BER [61, 76].
Пол Модрич. П. Модрич обнаружил в клетках механизм репарации, который исправляет неправильно спаренные основания. Сейчас этот механизм известен как репарация неспаренных оснований. Он первым установил репарацию мисмэтчей у бактерий: бактерии исправляли неправильно встроенные основания, введенные в ДНК вирусами, поражавшими бактерии. Впоследствии Модрич воссоздал и изучил процесс MMR in vitro и предположил, что этот вид репарации может исправлять 99,9 % таких ошибок, возникающих в ДНК человека во время репликации.
Его открытие стало важной вехой в исследованиях ДНК, связанной с заболеваниями человека. Например, известно, что врожденные дефекты белков MMR могут привести к наследственным вариантам рака толстой кишки. В течение нескольких лет исследования Модрича были сосредоточены на понимании того, как клетки репарируют мисмэтчи в ДНК. В серии исследований он показал, что репаративные ферменты бактерий различают неметилированные участки ДНК для различения материнской и дочерней нити. В 1989 году он описал систему репарации, состоящую из ДНК-полимеразы III, экзонуклеазы I и ДНК-лигазы, которые могли восстановить мисмэтчи ДНК in vitro.
Азиз Санкар. Санкар открыл процесс, при котором клетки восстанавливают поврежденную УФ ДНК, удаляя весь нуклеотид, а не только поврежденное основание [95]. Он показал, что экзонуклеазы вырезают поврежденную часть ДНК размером около 12 нуклеотидов. Завершается этот процесс активацией ДНК-полимеразы, которая заполняет образовавшуюся брешь, а ДНК-лигазы сшивают отрезки цепи ДНК. У бактерий ремонт таких повреждений осуществляют фотолиазы, которые активируются видимым светом. Как обнаружил Сакнар, в клетках млекопитающих сформированные под влиянием УФ димеры в ДНК исправляются в темноте [76].
В целом, результаты работы трех ученых, Томаса Линдаля, Пола Модрича и Азиза Санкара, полностью изменили представление о стабильности, повреждениях и репарации ДНК. Эта информация стала базой для последующих исследований о роли дефектов белков репарации в возникновении ряда заболеваний.
Некоторые заболевания, вызванные дефектами белков эксцизионной репарации
Дефицит или дефекты белков системы эксцизионной репарации приводят к возникновению у человека ряда наследственных, врожденных и приобретенных заболеваний.
Активные формы кислорода (АФК) являются побочным продуктом клеточного дыхания, повреждают ДНК. Механизм BER участвует в удалении окисленных оснований ДНК в ядрах и митохондриях. Таким образом, дефицит белков BER приводит к повышению уровня повреждения ДНК активными формами кислорода и участвует в развитии многих заболеваний человека, в том числе преждевременного старения, нейродегенерации, рака и др. [5, 9, 48, 55, 64].
Неэффективность работы MMR может привести к возникновению наследственной формы неполипозного рака толстой кишки (ННПРТК), или синдрома Линча. ННПРТК составляет около 20 % всех случаев спорадического колоректального рака. Этот вид рака является следствием накопления большого количества небольших вставок или делеций по всему геному. До двух третей случаев возникновения ННПРТК является следствием мутации генов, кодирующих MSH2 и MLH1. На сегодняшний день обнаружено более 70 различных мутаций генов репарации ДНК приводящих к развитию ННПРТК [6, 42, 87, 88].
Система эксцизионной репарации нуклеотидов была подробно изучена благодаря обнаружению у человека связанных с ней трех фенотипически разрозненных генетических заболеваний. Обширная симптоматика этих заболеваний отражает многочисленные биохимические дефекты, вызванные мутациями. Мутации белков, участвующих в NER, приводят к развитию пигментной ксеродермы, синдрому Коккейна и трихотиодистрофии. Эти заболевания дали названия некоторым группам ферментов, реализующим эксцизионную репарацию нуклеотидов: XP – xeroderma pigmentosum, TTD – trichothiodystrophy, CS – Cockayne syndrome [12, 27].
Пигментная ксеродерма. Больные ХР имеют крайне выраженную чувствительность кожи к ультрафиолетовому излучению и 1000-кратное увеличение риска развития рака кожи. Кроме того, у таких больных наблюдается от 10 до 20-кратное увеличение риска развития нескольких видов рака внутренних органов в возрасте до 20 лет, средний возраст появления первой опухоли у больных ХР – 8 лет. Нередки нейрологические аномалии. Может быть вызвана мутациями в генах, кодирующих любой белок группы XP, от XPA до XPG [7, 51].
Трихотиодистрофия. Аутосомно-рецессивное заболевание, основным симптомом которого является специфическая ломкость волос, проявляющаяся в чередовании светлых и темных полос на волосе при микроскопическом исследовании, а также повышенная чувствительность кожи. Нередко сопровождается психической и умственной отсталостью. Вызывается мутациями в генах XPB и XPD [103].
Синдром Коккейна. Болезнь представляет собой задержку роста и развития, приводящую к карликовости, диспропорции конечностей, глухоте, психической и умственной отсталости и ускоренному старению, но не связанную с повышением числа опухолей. Пациенты обычно не переживают возраста 12 лет. Может вызываться мутациями в генах XPB, XPD и XPG, а также CSA и CSB [66, 112].
Весь комплекс систем репарации ДНК связан в единую сеть с ферментативными механизмами репликации ДНК, транскрипции, управления клеточным циклом, апоптозом. Отказ любой из этих систем способен приводить к мутациям и раковым заболеваниям. Судя по всему, существующий на сегодня список генов, участвующих в процессах репарации, далёк от полноты. Дальнейшая идентификация таких генов и уточнение репаративных механизмов не только будут важны для понимания жизнедеятельности клетки, но и сыграют роль в совершенствовании путей предотвращения рака и борьбе с другими заболеваниями.